Антибиотик-ассоциированная диарея у детей


В обзоре, составленном на основании наиболее значимых публикаций отечественных и зарубежных исследователей, представлены современные сведения об этиологии, патогенезе, подходах к профилактике и лечению антибиотик-ассоциированной диареи у детей различных возрастных групп.Приведены собственные данные авторов о результатах применения в терапии антибиотик-ассоциированной диареи препарата «Бифиформ Малыш».

Антибиотикотерапия — важнейшая составляющая в лечении детей с инфекционно-воспалительными заболеваниями. Внедрение антибиотиков в педиатрическую практику позволило кардинально решить проблему снижения заболеваемости и смертности от инфекционной патологии. Однако их широкое и зачастую необоснованное применение нередко приводит к осложнениям, среди которых особое место занимает нарушение микроэкологии желудочно-кишечного тракта человека.

В этой связи целесообразно вспомнить Теодора Розбери, который в 1962 г. сформулировал понятие об индигенных (аутохтонных, или с рождения живущих вместе с человеком) микроорганизмах. Эти резидентные виды занимают промежуточную нишу между патогенной и транзиторной микрофлорой. Патогенные для человека микробы (антибионты) абсолютно вредны для организма, содружественные микробы (симбионты) составляют с организмом единую систему (лактобациллы, бифидобактерии, кишечные палочки, энтерококки), в то время как амфибионты (прежнее название комменсалы) занимают промежуточное положение. Эти микроорганизмы живут и размножаются в организме хозяина, не причиняя ему явного вреда, но способны вызывать заболевание при нарушении баланса микроб-хозяин или экологического баланса внутри микробных ассоциаций (кишечная палочка, протей, синегнойная палочка, стафилококк, бактероиды и др.) [1]. С общебиологических позиций среди амфибионтов нет безусловного разделения на микроорганизмы патогенные безусловно и условно-патогенные, так как все эти бактерии патогенны потенциально и способность их индуцировать болезнь реализуется при ослаблении защитных свойств макроорганизма и нарушении микробного равновесия, вызванного химиопрепаратами (в первую очередь антибиотиками).

Комплекс патологических сдвигов в составе микрофлоры кишечника с соответствующими клиническими проявлениями, развившийся вследствие применения антибиотиков, получил название «антибиотик-ассоциированный дисбактериоз кишечника» или «антибиотик-ассоциированная диарея» [2]. Согласно общепринятому определению, «антибиотик-ассоциированная диарея» (ААД) — это как минимум три и более эпизода неоформленного стула, развившихся на фоне применения антибактериальных препаратов вплоть до 4-8 недель после их отмены, если не выявлена другая причина диареи. Частота развития данного состояния составляет 5-30% у взрослых [3, 4, 5] и 8-26% у детей [6, 7, 8]. Факторами риска развития ААД являются использование антибиотиков более 3 дней, возраст ребенка младше 6-7 лет, наличие более одного сопутствующего заболевания, иммунодефицитное состояние [2, 6, 9]. На рисунке 1 продемонстрированы возрастные особенности развития ААД у детей.

Рис.1. Частота эпизодов ААД в зависимости от возраста [6]


untitled-212Большое значение имеет класс используемых антибиотиков. Чаще ААД возникает при использовании цефалоспоринов (9-43%), амоксициллина-клавуланата (23-71%), других пенициллинов широкого спектра действия (11%), эритромицина (16%), других макролидов (8%) [6, 9]. На рисунке 2 представлена частота развития эпизодов ААД в зависимости типа применяемого антибиотика.

Рисунок 2. Частота эпизодов ААД в зависимости от типа антибиотика [6]

В мультицентровой работе, проведенной в Швеции, J. Wiström и соавт. [9] не отметили ни одного случая появления ААД после монотерапии ко-тримоксазолом и фторхинолонами. В работах ряда авторов [10, 11] также сообщается о минимальном влиянии фторхинолонов на микроэкологию кишечника. Достоверно более низкую частоту развития ААД при применении левофлоксацина (2,2%) в сравнении с β-лактамными антибиотиками (9,2%, Р<0,0001) выявили в крупном проспективном рандомизированном исследовании G.Gopal Rao и соавт. [12]. Однако в настоящее время в большинстве развитых стран мира (кроме Японии) фторхинолоны не разрешены к применению в педиатрической практике.

К одним из наиболее часто используемых в педиатрии антибиотиков относятся антибиотики цефалоспоринового ряда. Характерной особенностью их влияния на микроэкологию кишечника является угнетение роста симбионтов (типичной кишечной палочки, лакто- и бифидобактерий) и увеличение роста амфибионтов (клебсиелл, протеев, синегнойной палочки, стафилококков, C. difficile и энтеротоксинпродуцирующих C. perfringens) [12, 13]. Полусинтетические пенициллины, в частности ампициллин, способны вызвать подавление роста кишечной палочки, лакто- и бифидофлоры на фоне бурного роста клебсиеллы, энтеробактера, цитробактера, протея, морганеллы, C. Difficile [14]. Макролидные антибиотики также умеренно угнетают рост симбионтной микрофлоры, одновременно увеличивая пропорцию клебсиелл, протея и псевдомонад в микробном пейзаже кишечного содержимого. При их использовании угнетаются нетоксигенные клостридии и имеет место избыточный рост C. difficile и B. fragilis [15, 16]. Данные, обобщающие информацию о влиянии антибиотиков на микроэкологию кишечника, представлены в таблице 1.


Таблица 1

Действие антибактериальных препаратов на состав микробной флоры толстой кишки [17]

МикроорганизмыАнтибиотики
Цефало-спориныАмпи-циллинАмино-гликозидыТетра-циклинЛинко-замидыМетро-нидазол
Кишечная палочкаб/и
Стафилококкиб/и
Клостридии
Лактобациллыб/иб/и
Бифидобактерии
Клебсиеллы
Протейб/и
Псевдомонадыб/и
Кандидыб/иб/иб/и
Цитробактер

Примечание: б/и — без изменений; ↓ — снижение числа; ↑ — рост

Инфекционными агентами, наиболее часто ассоциирующими с возникновением ААД, являются C.difficile, C.perfringens, B.fragilis, S.aureus, род Klebsiella, род Salmonella, грибы рода Candida [9, 15, 18-25].

Наиболее грозным вариантом ААД является ААД, ассоциированная с C. difficile. C. difficile — грам-положительные анаэробные палочки, образующие эндоспоры, которые впервые были выделены из кишечника здоровых новорожденных и описаны I.C.Hall и E.O’Toole в 1935г. [26]. Микроорганизм получил свое необычное название из-за медленного роста на средах и сложности выделения его в чистой культуре. Бессимптомными носителями C. difficile являются около 3% взрослых и 50-70% новорожденных [27-31].

Впервые факт связи экспериментальной ААД после употребления клиндамицина с выделением C. difficile был установлен в 1977 г. J. Bartlett и соавт. [32]. По последним данным, C. difficile является причиной 15-25% случаев ААД и 98% случаев псевдомембранозного колита [33-37].

В настоящее время C. difficile рассматривается как одна из ведущих причин нозокомиальной диареи у взрослых и считается более опасным и более распространенным патогеном, чем другой источник внутрибольничной инфекции — S.aureus [38-40]. В индустриальных странах примерно 10-25% случаев ААД у госпитализированных больных обусловлена C. difficile [41]. Факторами риска C. difficile-ассоциированной диареи, кроме антибиотикотерапии, являются возраст пациента (менее 6 лет и более 65 лет), интенсивная терапия, зондовое питание, применение антацидов, длительное пребывание в стационаре. Значение имеют также контаминация возбудителем окружающей среды и носительство у медперсонала. Госпитальная передача C. difficile орально-фекальным путем наблюдается в 3-30% случаев [29].

Имеющиеся в литературе данные о потенциальной роли C. difficile в развитии ААД у детей противоречивы и сложны для интерпретации, так как новорожденные и дети раннего возраста часто являются бессимптомными носителями [41-44]. Первая встреча ребенка с C.difficile происходит после рождения. Результаты исследования G.Martirosian и соавт. [45], проводивших ПЦР-типирование штаммов C.difficile, убедительно свидетельствуют о том, что основным источником инфицирования новорожденного в родильном доме является окружающая среда. Напротив, по данным S.Matsuki и соавт. [46], инфицирование новорожденного в родильном доме происходит от матери. Частота носительства у детей увеличивается с возрастом и составляет 2,5% в периоде новорожденности, 84,4% в возрасте младше 2 лет и 30,3% в возрасте старше 2 лет.

Одной из причин значительной частоты бессимптомного носительства C.difficile у детей раннего возраста является низкая колонизационная резистентность толстого кишечника в первые 12-24 месяца жизни [47]. В исследовании S.P.Boriello и соавт. [48], изучавших роль нормальной микрофлоры кишечника в подавлении роста C. difficile in vitro, было показано, что ингибирующая способность взвеси фекалий у детей раннего возраста и пожилых людей ниже таковой у здоровых взрослых. Наиболее низкими эти показатели были у детей, находившихся на искусственном вскармливании. Образцы фекалий, не ингибирующие рост возбудителя, были получены у 21% пациентов с ААД и у 79% пациентов с C. difficile — ассоциированной диареей.

Сведения о роли C. difficile в развитии ААД у детей, приводимые отдельными авторами, разнятся в зависимости от возраста и места жительства изучаемого контингента. Так, по данным A.Gogate и соавт. [49], проводивших исследование в Индии, C. difficile является наиболее значимым патогеном, ответственным за развитие ААД у детей в возрасте 5-12 лет. В то же время, по мнению P. Dutta и соавт. [44], проводивших исследование в той же стране среди детей младше 5 лет, C. difficile нельзя считать ведущей причиной ААД. Аналогичного мнения о причинной значимости C. difficile в развитии ААД у грудных детей в Мексике и Бразилии придерживаются J.F.Torres и соавт. [20], S.E.Ferreira и соавт. [50].

Патогенез ААД, ассоциированной с C. difficile, сложен и до конца не изучен. В настоящее время в литературе описан ряд механизмов, через которые микроорганизм реализует свой патогенный потенциал. Так, установлено, что наиболее вирулентные штаммы C. difficile демонстрируют в эксперименте большую способность к адгезии, чем менее вирулентные или авирулентные штаммы [51,52]. Продукция микроорганизмом энзимов, например таких, как коллагеназа, приводит к повреждению слизистой кишечника и повышению ее проницаемости [53]. Способность C.difficile к спорообразованию делает его недоступным для воздействия фагоцитов [54]. C.difficile могут с необычайной быстротой накапливать мутации и обмениваться генами, обеспечивающими устойчивость к неблагоприятным факторам внешней среды.

Однако ведущими факторами патогенности C. difficile являются экзотоксины. I.C.Hall и E.O’Toole, впервые описавшие C. difficile, в экспериментальных исследованиях на лабораторных животных, продемонстрировали способность некоторых штаммов возбудителя продуцировать летальный токсин [26]. Авторы определили этиологическую значимость C. difficile в развитии диареи, кровавого стула и судорог у новорожденных.

C. difficile выделяет 2 экзотоксина белковой природы — токсин А и токсин В [15, 55]. Токсин А обладает молекулярной массой 308 кД и представляет собой типичный энтеротоксин, вызывающий развитие илеоколита. Токсин В обладает молекулярной массой 269 кД и является типичным цитотоксином с 45% гомологичностью. По данным S.Toma и соавт. [56], в отличие от взрослых пациентов с ААД и псевдомембранозным колитом, у новорожденных и детей раннего возраста, являющихся бессимптомными носителями, наиболее часто выделяются нетоксигенные штаммы серогрупп D и Cd-5. В то же время широко известен факт выделения цитотоксин В-продуцирующих штаммов C. difficile у 35-65% здоровых новорожденных [9].

J.А. Torres и соавт. (20) отмечали выделение C. difficile в титрах lg 3 у 23% младенцев, получавших антибиотикотерапию, из них цитотоксин продуцировали 7,6% изолятов. При обследовании теми же авторами сравнительной группы детей, получивших курс антибиотиков, у которых не возникла диарея, цитотоксин-продуцирующие штаммы C. difficile также были выделены в 7,6% случаев.

Установлено, что 88% младенцев с ААД выделяют штаммы C. difficile, продуцирующие токсин А, причем 94% пациентов той же группы выделяют штаммы, продуцирующие одновременно токсины А и В [57]. В то же время описаны случаи выделения от больных штаммов C. difficile с изолированной продукцией цитотоксина В, также тесно ассоциирующие с выраженной клиникой ААД. При сравнении их с контрольной группой пациентов, выделявших токсин А, разницы между ними в отношении продукции белков острой фазы, уровня лейкоцитов, тяжести и продолжительности болезни выявлено не было [58]. Все вышесказанное указывает на необходимость дальнейшего углубленного изучения роли C. difficile и ее патогенных факторов в развитии ААД у детей.

Диарейный синдром при C. difficile — ассоциированной ААД обычно развивается после 3-го дня лечения антибиотиками (чаще — линкозамидами, реже — полусинтетическими пенициллинами, цефалоспоринами, макролидами) и длится без лечения от 10 дней до 8 недель [2, 9, 15, 59]. У части из этих пациентов может развиться самый прогностически серьезный вариант течения C. difficile — ассоциированной ААД — псевдомембранозный колит. Заболевание проявляется сильными болями в животе, гипертермией до 40оС, резким учащением стула, часто с примесью крови. Во время колоноскопии у пациентов обнаруживаются типичные псевдомембраны — желтовато-белые пленчатые наложения фибрина на поверхности эпителия толстой кишки. Диагностика заболевания базируется на культуральных методах (циклосерин-цефокситин фруктозный агар) с определением цитотоксина В и энтеротоксина А при помощи полимеразной цепной реакции, иммуноферментного анализа, иммуноэлектрофореза [60].

Часто у детей с синдромом ААД отмечается выделение другого вида клостридий — энтеротоксигенных C. perfringens (чаще всего серовар А) [15, 21]. По некоторым данным, C. perfringens является причиной 5-20% случаев ААД [61]. Энтеротоксин C. perfringens в кишечнике не всасывается и не обнаруживается в крови больных, ограничивая область повреждения слизистой оболочки кишечника [15]. Энтеротоксин представляет собой 35-килодальтонный полипептид, продуцируемый 2-5% изолятов [62, 63]. Единичные токсин-продуцирующие штаммы C. perfringens могут передавать гены, кодирующие синтез энтеротоксина, многочисленным штаммам токсин-негативных C. perfringens, широко представленных в микроэкологическом пейзаже кишечника человека. Подобный генетический трансфер способен в короткие сроки индуцировать диарею у пациентов с синдромом ААД [21].

Одновременно с патогенными клостридиями у части пациентов с ААД выделяются энтеротоксигенные штаммы B. fragilis, причем частота выделения повышается с возрастом детей. Так, японские исследователи выделили культуру энтеротоксигенных B. fragilis у 17% детей с ААД до 1 года жизни, и у 23% — в возрасте от 1 до 6 лет [64]. Исследования, проведенные в Польше, идентифицировали энтеротоксин-продуцирующие штаммы B. fragilis у 7% пациентов с синдромом ААД, причем в половине случаев отмечалось сочетанное выделение B. fragilis и C. difficile, продуцирующих токсины А и В [18].

Важную роль в развитии синдрома ААД может играть и S. aureus, продуцирующий энтеротоксин А и бикомпонентные лейкотоксины [19]. По данным ряда авторов [65, 66], метициллин- и гентамицин-резистентные штаммы S. aureus являются причиной вспышек энтеритов у госпитализированных пациентов, получающих лечение антибиотиками широкого спектра действия. В части случаев энтеротоксигенные штаммы S. aureus также могут выделяться от больных с ААД одновременно с токсин-продуцирующими штаммами C. difficile. Изучение продукции энтеротоксина А и лейкотоксинов LukE — LukD продемонстрировало, что токсин-продуцирующие штаммы S. aureus выделялись существенно чаще от пациентов с ААД, нежели от пациентов контрольной группы, получавших антибиотики, но не страдавших диареей (p<0.001, χ2=51.3 против 14.4, соответственно). При этом в 97% случаев энтеротоксигенные штаммы, выделенные у пациентов с ААД, были метициллин-резистентными, в то время как в группе контроля данный показатель составил лишь 49% [19].

В литературе имеются сообщения о том, что грибы рода Candida также могут играть прямую или опосредованную роль в развитии ААД [24, 67]. В то же время, повышенная пролиферация грибов в кишечнике вследствие антибиотикотерапии наблюдается чаще, чем развитие ААД [68]. По мнению R. Krause и соавт. [68], росту грибов Candida albicans у больных с ААД способствует снижение продукции в кишечнике таких ингибирующих субстанций, как короткоцепочечные жирные кислоты и вторичные желчные кислоты.

Вопросы лечения синдрома ААД у детей до настоящего времени окончательно не разработаны. Перечень антибактериальных препаратов, применяемых в лечении C. difficile — ассоциированной ААД, включает метронидазол, ванкомицин, бацитрацин, тейкопланин, фузидиевую кислоту, фторхинолоны, рифампицин, бактрим [69, 70]. Наиболее часто для лечения C. difficile — ассоциированной диареи используют ванкомицин, метронидазол и бактрим. Эта терапия обычно эффективна у 80% пациентов, но около 20% пациентов страдают от рецидивов ААД после стандартного курса метронидазола и ванкомицина [19, 71]. При нетяжелых формах заболевания альтернативным методом может быть использование ионообменных смол (в т.ч. холестирамина). Попытка использовать антидиарейные препараты, подавляющие моторику кишечника, оказалась безуспешной [72]. Хорошие результаты были получены П.Л. Щербаковым и соавт. [55] при лечении детей с синдромом ААД энтеросорбентом «Смекта», обладающим способностью нейтрализовать токсины C. difficile и B. fragilis [73,74].

В настоящее время наиболее перспективным направлением в лечении и профилактике ААД у детей и взрослых является использование пробиотиков [2, 17, 71, 75, 76]. Однако, исследования, посвященные изучению эффективности терапии ААД пробиотиками у детей, весьма малочисленны. В ряде стран Европы широкое применение для лечения синдрома ААД у детей нашел препарат «Энтерол», содержащий грибковую культуру Saccharomyces boulardii. По данным J.-P. Buts и соавт. [57], эффективность двухнедельного курса терапии этим препаратом составила 95%. Положительную оценку в лечении ААД у детей получил комбинированный пробиотик «Линекс», представляющий собой комплекс 3 видов живых лиофилизированных бактерий-симбионтов (Bifidobacterium infantis v. liberorum, Lactobacillus acidophilus, Streptococcus (Enterococcus) faecium). С.В. Бельмер [2] описывает хорошие результаты лечения ААД у 27 детей в возрасте от 6 месяцев до 5 лет при использовании «Линекс» в дозе 1 капсула 2 раза в день курсом 21 день. Автору удалось добиться улучшения микробиологических параметров и исчезновения клиники диареи у большинства детей, а в половине случаев — полной нормализации микроэкологии кишечника (по данным анализа на дисбактериоз). Монотерапия с применением Lactobacillus GG оказалась эффективной при повторных эпизодах ААД, наблюдавшихся после отмены ванкомицина и метронидазола [77].

Несколько более подробно освещены в литературе вопросы использования пробиотиков для профилактики ААД у детей [78]. Наиболее известными являются работы J.A. Vanderhoof (7) и T. Arvola [8]. Так, в исследование J.A. Vanderhoof и соавт. [7] было включено 202 ребенка в возрасте от 6 мес. до 10 лет, получавших 10-дневный курс антибиотикотерапии по поводу острых инфекционных заболеваний. В группе детей, принимавших параллельно с антибиотиками Lactobacillus GG, было отмечено достоверное уменьшение проявлений желудочно-кишечной дисфункции по сравнению с группой, получавшей плацебо (р<0,02). В аналогичном исследовании, проведенном T. Arvola и соавт. [8], достоверность различий в частоте проявлений синдрома ААД составила χ2=3,82 (р=0,05).

Согласно известным мета-анализам, проведенным A.D.’Souza и соавт. [71], F.Cremonini и соавт. [79], эффективность пробиотиков (Bifidobacteium longum, Enterococcus faecium, Lactobacillus acidophilus, Lactobacillus casei, Lactobacillus GG) в профилактике ААД в сравнении с плацебо была очень высока и равна в OR тесте — соответственно 0,37 (p<0.001) и 0,39 (p<0.05).

В заключение приводим собственные данные по изучению влияния пробиотиков на течение ААД у детей. Нами был проведен анализ результатов лечения ААД препаратом «Бифиформ Малыш», содержащим комплекс пробиотиков Lactobacillus GG и Bifidobacterium lactis, у детей раннего возраста. В исследование было включено 34 ребенка в возрасте от 6 мес. до 1 года жизни (22 девочки и 12 мальчиков), которым в связи с острыми инфекционными заболеваниями дыхательных путей потребовалось назначение антибиотикотерапии (пенициллин, гентамицин, антибиотики цефалоспоринового ряда). У всех детей на фоне приема антибиотиков отмечался различной степени выраженности диарейный синдром, который проявлялся разжижением и учащением стула до 6-8 раз в сутки, наличием в стуле патологических примесей. В связи с тем, что нарушения стула сохранялись после разрешения воспалительного процесса и прекращения антибиотикотерапии, всем детям было проведено бактериологическое исследование фекалий. Проведенный анализ микрофлоры толстой кишки показал, что у исследуемых детей имеют место выраженные сдвиги в микробиоценозе кишечника, а именно: у 26,5% детей отсутствовали бифидобактерии, у 29,5% отмечалось отсутствие лактобацилл. У части детей в значимых титрах (>lg3-lg4) высевались грибы Candida albicаns (17,6%), клостридии (35,2%), Staphylococcus aureus (38,2%) и условно патогенные энтеробактерии — Klebsiella pneumoniаe (23,5%), Proteus vulgaris (8,8%), Proteus mirаbilis (2,94%), Citrobacter freundii (5,88%), Enterobacter agglomerans (1,7%). Средний титр E.coli составил 348,5+23,9х106 м.к., в то же время дефицит E.coli (<300х106 м.к.) отмечался у 26,4% пациентов. Штаммы E.coli с гемолизирующей активностью были выделены у 11,7% детей.

С целью коррекции выявленных дисбиотических сдвигов всем детям были назначены пробиотики. Методом случайной выборки дети были рандомизированы в две группы. В основную группу вошли 24 ребенка, получавших «Бифиформ Малыш» в возрастной дозировке (3 порошка в сутки) течение 1 месяца. Группой контроля служили 10 детей, получавших в течение 1 месяца стандартный «Лактобактерин» (6 доз в сутки). Обе группы были репрезентативны по возрасту и полу.

По завершении полного курса терапии нормализация стула и микробиологическое улучшение наблюдалось у всех детей основной группы. Нарастание уровня лактобацилл до lg7 отмечалось у 83,3% пациентов, бифидобактерий до lg9 — у 95,8% пациентов. Из числа бактериальных контаминантов у детей основной группы сохранялись клостридии, однако их популяционный уровень не превышал lg3. Высева условно-патогенных энтеробактерий и стафилококков не отмечалось.

В контрольной группе клиническое улучшение отмечалось у 70% детей, а нормализация популяционного уровня бифидобактерий и лактобацилл наблюдалась только в половине случаев. При этом количественные показатели содержания в толстом кишечнике грибов Candida albicans, Staphylococcus aureus и оппортунистических штаммов энтеробактерий не имели отчетливой тенденции к снижению. Полученные в исследовании результаты позволили нам сделать обоснованный вывод о целесообразности использования препарата «Бифиформ Малыш» в терапии ААД у детей раннего возраста.

Таким образом, приведенные в обзоре литературы данные свидетельствуют о том, что нарушение микроэкологии кишечника, связанное с применением антибиотиков, является серьезной проблемой педиатрии. Дальнейшие исследования в этой области должны быть направлены как на более детальное изучение этиопатогенетических аспектов ААД у детей, так и на разработку эффективных путей профилактики и коррекции данного состояния.

Авторы от всей души благодарят профессора Frederic Gottrand (Lille, Франция) и профессора Johan Wiström (Umeå, Швеция) за помощь, оказанную при написании этой статьи.

А.А. Нижевич, Э.Н. Ахмадеева, В.Р. Амирова

Башкирский государственный медицинский университет

Нижевич Александр Альбертович — кандидат медицинских наук, ассистент кафедры госпитальной педиатрии с курсом поликлинической педиатрии

Литература:

1. Петровская В.Г., Марко О.П. Микрофлора человека в норме и патологии. М.: Медицина, 1976, 230с.

2. Бельмер С.В. Антибиотик-ассоциированный дисбактериоз кишечника. РМЖ 2004; т.12: 3: 148-151.

3. Beaugerie L., Flahault A., Barbut F. et al.(For the study Group). Antibiotic-associated diarrhoea and Clostridium difficile in the community. Aliment Pharmacol Ther 2003; 17: 905-12.

4. Bartlett J.G. Antibiotic-associated diarrhea. Clin Infect Dis 1992; 15: 573-81.

5. Tedesco F.J. Ampicillin- associated diarrhea. A prospective study. Am J Dig Dis 1975; 4: 295-7.

6. Turck D., Bernet J.-P, Marx J. et al. Incidence and risk factors of oral antibiotic-associated diarrhea in an outpatient pediatric population. J Pediatr Gastroenterol Nutr 2003; 37(1): 22-6.

7. Vanderhoof J.A., Whitney D.B., Antonson D.L. et al. Lactobacillus GG in the prevention of antibiotic-associated diarrhea in children. J Pediatr 1999; 135: 564-8.

8. Arvola T., Laiho K., Torkkeli S. et al. Prophylactic Lactobacillus GG reduces antibiotic-associated diarrhea in children with respiratory infections: a randomized study. Pediatrics 1999; 104: 64.

9. Wiström J., Norrby S.R., Myhre E.B. et al. Frequency of antibiotic-associated diarrhea in 2462 antibiotic-treated hospitalized patients: a prospective study. J Antimicrob Chemother 2001; 47(1):43-50.

10. Golledge C.L., Carson C.F., Oneill G.L. et al. Ciprofloxacin and Clostridium difficile -associated diarrhoea. Journal of Antimicrobial Chemotherapy 1992; 30: 141-7.

11. Acar J.F. A comparison of side effects of levofloxacin to other agents concerning the ecological and microbiological effects on normal human flora. Chemotherapy 2001; 47(3):15-23.

12. Gopal Rao G., Mahankali Rao C.S., Starke I. Clostridium difficile -associated diarrhoea in patients with community-acquired lower respiratory infection being treated with ievofloxacin compared with b — lactam-based therapy. Journal of Antimicrobial Chemotherapy 2003; 51:697-701.

13. McFarland L.V., Surawicz C.M., Stamm W.E. Risk factors For Clostridium difficile carriage and C. Difficile- associated diarrhea in a cohort of hospitalized patients. Journal of Infectious Diseases 1990;162: 678-84.

14. Committee on Safety of Medicines. Antibiotic associated colitis. Curr Probl Pharmacovigilance 1994; 20: 7-8.

15. Шендеров Б.А. Медицинская микробная экология и функциональное питание. М., Грант. 1998; т.1.286с. т.2., 412с.

16. Bignardi G.E. Risk factors for Clostridium difficile infection. Journal of Hospital Infection 1998; 40:1-15.

17. Запруднов А.М., Мазанкова Л.Н. Микробная флора кишечника и пробиотики (методическое пособие). М., 2001. 32с.

18. Pituch H., Obuch-Woszczatynski P., Meisel-Mikolajczyk F., Luczak M. Prevalence of enterotoxygenic Bacteroides fragilis strains (ETBF) in the gut of children with clinical diagnosis of antibiotic associated diarrhea (AAD). Med Dosw Mikrobiol 2002; 54(4): 357-63.

19. Gravet A., Rondeau M., Harf-Monteil C. et al. Predominant Staphylococcus aureus isolated from antibiotic-associated diarrhea is clinically relevant and produces enterotoxin A and the bicomponent toxin Luk E — Luk D. J Clin Microbiol 1999; 37(12): 4012-19.

20. Torres J.F., Cedillo R., Sanchez J. et al. Prevalence of Clostridium difficile and Its Cytotoxin in Infants in Mexico. Journal of Clinical Microbiology 1984; 20(2): 274-5.

21. Sparks S., Carman R.J., Sarker M., McLane B. Genotyping of enterotoxigenic Clostridium perfringens fecal isolates associated with antibiotic-associated diarrhea and food poisoning in North America. . J Clin Microbiol 2001; 39(3):883-8.

22. Krause R., Krejs G., Wenisch C., Reisinger E. Elevated fecal Candida counts in patients with antibiotic-associated diarrhea. Clin Diagn Lab Immunol 2003; 10(1): 167-8.

23. Falsen E., Kaijser B., Nehls L. et al. Clostridium difficile in Relation to Enteric Bacterial Pathogens. Journal of Clinical Microbiology 1980; 45: 297-300.

24. Ponnuvel K.M., Raikumar R., Menon T., Sankaranarayanan V.S. Role of Candida in indirect pathogenesis of antibiotic associated diarrhoea in infants. Mycopathologia. 1996; 135(3): 145-7.

25. Hogenauer C., Hammer H.F., Krejs G.J., Reisinger E.C. Mechanisms and management of antibiotic — associated diarrhea. Clinical Infectious Diseases 1998; 27: 702-10.

26. Hall IC, O′ Toole E. Intestinal flora in newborn infants with a description of a new pathogenic anaerobe, Bacillus difficilis. American Joumal of Diseases in Childhood 1935; 49:390-402.

27. Brazier J.S. The epidemiology and typing of Clostridium difficile. Journal of Antimicrobial Chemotherapy 1998; 41: 47-57.

28. Tullus K., Aronsson B., Marsus S., Mollby R. Intestinal colonization with Clostridium difficile in infants up to 18 months of age. European Journal of Clinical Microbiology and Infectious Diseases 1989; 8:390-3.

29. Barbut F., Petit J.C. Epidemiology of Clostridium difficile nosocomial infections. Presse Med. 1996 Mar 2-9; 25 (8): 385-92.

30. Boenning D.A., Fleisher G.G., Campos J.M. et al. Clostridium difficile in a pediatric outpatient population. Pediatr Infect Dis 1982; 1: 336-8.

31. Stark P.L., Lee A., Parsonage B.D. Colonization of the large bowel by Clostridium difficile in healthy infants: quantitative study. Infect Immun 1982; 35: 895-9.

32. Bartlett J.G., Onderdonk A., Cisneros R., Kasper D. Clyndamycin-associated colitis due to a toxin-producing species of Clostridium in hamsters. J Infect Dis 1977; 136: 701-5.

33. Bartlett J.G., Chang T.W., Taylop N.S., Onderdonk A.B.Colitis induced by Clostridium difficile. Rev Infect Dis 1979; 1: 370-8.

34. Bartlett J.G. Management of Clostridium difficile infection and other antibiotic-associated diarrhoeas. European Journal of Gastroenterology and Hepatology 1996; 8:1054-61.

35. Spencer R.C. Clinical impact and associated costs of Clostridium difficile-associated disease. Journal of Antimicrobial Chemotherapy 1998; 41: 5-12.

36. Kelly C.P., Pothoulakis C., LaMont J.T. Clostridium difficile colitis. N Engl J Med 1994; 330: 257-62.

37. Tabaqchali S., Wilks M. Epidemiological aspects of infections caused by Bacteroides fragilis and Clostridium difficile. European Journal of Clinical Microbiology and Infectious Diseases 1992; 11:1049-57.

38. Саrtmill TDI, Panigrahi H., Worsley M.A. et al. Management and control of a large outbreak of diarrhoea due to Clostridium difficile. J Hosp Infect 1994; 27: 1-15.

39. Eggertson L.C. Difficile hits Sherbrooke, Que., hospital: 100 deaths. CMA 2004; 171 (5): 436.

40. Valiquette L., Low D.E., Pepin J., McGeer A. Clostridium difficile infection in hospitais: a brewing storm. CMA 2004; 171 (1): 27-9.

41. Viscidi R., Willey S., Bartlett J.G. Isolation rates and toxigenic potential of Clostridium difficile isolates from various patient populations. Gastroenterology 1981 Jul; 81 (1): 5-9.

42. Mitchell D.K., Van R., Mason E.H. et al. Prospective study of toxigenic Clostridium difficile in children given amoxicillin/clavulanate for otitis media. Pediatr Infect Dis J 1996; 15: 514-9.

43. McFarland L.V., Brandmarker S.A., Guandalini S. Pediatric C. Difficile: a phantom menace or clinical reality? J Pediatr Gastroenterol Nutr 2003; 31: 220-31.

44. Dutta P., Niyogi S.K., Mitra U. et al. Clostridium difficile in antibiotic-associated pediatric diarrhea. Indian Pediatr 1994; 31: 121-6.

45. Martirosian G., Kuipers S., Verbrugh H., van Belkum A., Meisel-Mikolajczyk F. PCR ribotyping and arbitrarily primed PCR for typing strains of Clostridium difficile from a Polish maternity hospital. J Clin Microbiol 1995; 33(8): 2016-21.

46. Matsuki S., Ozaki E., Shozu M. et al. Colonization by Clostridium difficile of neonates in a hospital, and infants and children in three day-care facilities of Kanazawa, Japan. Int Microbiol 2005; 8(1) : 43-8.

47. Mardh P.A., Helen I., Colleen I., Oberg M., Holst E. Clostridium difficile toxin in faecal specimens of healthy children and children with diarrhoea. Acta Paediatr Scand 1982; 71: 275-8.

48. Borriello S.P., Barclay F.E. An in-vitro model of colonisation resistance to Clostridium difficile infection. Med Microbiol 1986; 21 (4): 299-309.

49. Gogate A., De A., Nanivadekar R. et al. Diagnostic role of stool culture and toxin detection in antibiotic associated diarrhea due to Clostridium difficile in children. Indian J Med Res 2005; 122(6) : 518-24.

50. Ferreira C.E., Nakano V., Avila-Campos M.J. Cytotoxicity and antimicrobial susceptibility of Clostridium difficile isolated from hospitalized children with acute diarrhea. Anaerobe 2004; 10(3) : 171-7.

51. Borriello S.P., Ketley J.M., Mitchell T.J. et al. Clostridium difficile — spectrum of virulence and analysis of putative virulence determinants in the hamster model of antibiotic-associated colitis. J Med Microbiol 1987; 24: 53-64.

52. Borriello S.P., Welch A.R., Barclay F.E., Davies H.A. Mucosal association by Clostridium difficile in the hamster gastrointestinal tract. J Med Microbiol 1988; 25: 191-6.

53. Seddon S.V., Hemingway I., Borriello S.P. Hydrolytic enzyme production by Clostridium difficile and its relationship to toxin prodyktion and virulence in the hamster model. J Med Microbiol 1990; 31: 169-74.

54. Dailey D.C., Kaiser A., Schloemer R.H. Factors influencing the phagocytosis of Clostridium difficile by human polymorphonuclear leucocytes. Infect Immun 1987; 55: 1541-6.

55. Щербаков П.Л., Цветков П.М., Нечаева Л.В. Профилактика диареи, связанной с приемом антибиотиков у детей. Вопросы современной педиатрии 2004. — т.3.- №2.

56. Toma S., Lesiak G., Maqus M., Lo H.L., Delmee M. Serotyping of Clostridium difficile. Clin Microbiol 1988; 26 (3): 426-8.

57. Buts J-P., Corthier G., Delmee M. Saccharomyces boulardii for Clostridium difficile-associated enteropathies in infants. J Pediatr Gastroenterol Nutr 1993; 16: 419-25.

58. Komatsu M., Kato H., Aihara M. et al. High frequency of antibiotic-associated diarrhea due to toxin A-negative, toxin B-positive Clostridium difficile in a hospital in Japan and risk factors for infection. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2003; 22(9):525-9.

59. Fekety R., O Connor R., Silva J. Rifampicin and pseudomem-branous colitis. Rev Infect Dis 1983; 5 (3): 524-7.

60. Brazier J. The diagnosis of Clostridium difficile-associated disease. J Antimicrob Chemother 1998; 41 :29-40.

61. Carman R.J. Clostridium perfringens in spontaneous and antibiotic-associated diarrhea of man and other animals. Rev Med Microbiol 1997; 8: 43-5.

62. Kokai-Kun J.F., Songer J.G., Czeczulin J.R. et al.Comparison of Western immunoblots and gene detection assays for identification of potentially enterotoxigenic isolates of Clostridium perfringens. J Clin Microbiol 1994; 32: 2533- 9.

63. Songer J.G., Meer R.M. Genotyping of Clostridium perfringens by polymerase chain reaction is a useful adjunct to diagnosis of clostridial enteric disease in animals. Anaerobe 1996; 2: 197-203.

64. Kato N., Lin C., Kato H. et al. Prevalence of enterotoxigenic Bacteroides fragilis in children with diarrhea in Japan. J Clin Microbiol 1999; 37(3) : 801-3.

65. McDonald M., Ward P., Harvey K. 1982. Antibiotic-associated diarrhoea and methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Med J Aust 1982; 1: 462-4.

66. Scopetti F., Orefici G., Biondi F., Benini F. Staphylococcus aureus resistant to methicillin and gentamicin as a cause of outbreak of epidemic enteritis in a hospital. Boll Ist Sieroter Milan 1983; 62: 406-11.

67. Danna P.L., Urban C., Bellin E., Rahal J.J. Role of candida in pathogenesis of Antibiotic-associated diarrhoea in elderiy inpatients. Lancet 1991;337: 511- 4.

68. Krause R., Schwad E., Bachhiesl D. et al. The role of candida in Antibiotic-associated diarrhoea. J Infect Dis 2001; 184: 1065- 9.

69. Wenisch C., Parschalk B., Hasenhundl M., Hirschl A.M., Graninger W. Comparison of vancomycin, teicoplanin, metronidazole and fusidic acid for the treatment of Clostridium difficile — associated diarrhea. Clin Infect Dis 1996; 22: 813-8.

70. Daniels J., Pristas A. Successful treatment of Clostridium difficile colitis with ciprofloxacin. J Clin Gastroenterol 1992; 15: 176-7.

71. D′Souza A., Rajkumar C., Cooke J., Bulpitt C. Probiotics in prevention of antibiotic-associated diarrhea: meta-analysis. BMJ 2002; 324 (8): 1361.

72. Wilcox M.H., Howe R. Diarrhoea caused by Clostridium difficile: response time for treatment with metronidazole and vancomycin. J Antimicrob Chemother 1995; 36(4) : 673-9.

73. Martirosian G., Rouyan G., Zaiewski T., Meisel-Mikolajczyk F. Dioctahedral smectite neutralization activity of Clostridium difficile and Bacteroides fragilis toxins in vitro. Acta Microbiol Pol 1998; 47 (2): 177-83.

74. Narkeviciute I., Rudzeviciene O., Leviniene G., Mociskiene K., Eidukevicius R. Management of Lithuanian children s acute diarrhoea with Gastrolit solution and dioctahedral smectite. Eur J Gastroenterol Hepatol 2002; 14 (4): 419-24.

75. Surawicz M.C., Elmer G.W., Speelman P., McFarland L.V., Chinn J., van Belle G. Prevention of antibiotic-associated diarrhea by Saccharomyces boulardii: a prospective study. Gastroenterology 1989; 96: 981-8.

76. Surawicz M.C., McFarland L.V., Greenberg Rn. et al. Prevention of beta-lactam- associated diarrhea by Saccharomyces boulardii compared with placebo. Am J Gastroenterol 1995; 90: 439-8.

77. Biller J.A., Katz A.J., Flores A.F., Buie T.M., Gorbach S.L. Treatment of recurrent Clostridium difficile colitis with Lactobacillus GG. J Pediatr Gastroenterol Nutr 1995;21:224-6

78. Saavedra J.M. Use of probiotics in pediatrics: rationale? Mechanisms of action, and practical aspects. Nutrition in Clinical Practice 2007; 22(3) : 351-65.

79. Cremonini F., Di Caro S., Nista E.C. et al. Meta-analysis: the effect of probiotic administration on antibiotic-associated diarrhea. Aliment Pharmacol Ther 2002; 16: 1461-7.