Природная устойчивость бактерий к факторам врожденной иммунной системы, обусловленная бактериальными протеазами


В обзоре представлены молекулярные и клеточно-опосредованные механизмы некоторых условно-патогенных и патогенных бактерий, которые они приобрели в процессе своего эволюционного развития для сохранения устойчивости к основным компонентам врожденной иммунной системы организма человека.Natural stability of bacteria to factors of the congenital immune system, caused  by bacterial protease

In the review the molecular and cellular-mediated mechanisms of some is conditional-pathogenic and pathogenic bacteria which they have got during the evolutionary development for preservation of stability to the basic components of congenital immune system of an organism of the human are presented.

Врожденный иммунитет концептуально определяется как способность организма обезвреживать чужеродный и потенциально опасный для организма биоматериал (микроорганизмы, трансплантаты, токсины, опухолевые и инфицированные вирусом клетки), существующая изначально, до первого попадания этого биоматериала в организм. У этой системы условно выделяют клеточную часть (система фагоцитов и менее специализированных клеток) и гуморальную часть (представленная основными бактерицидными компонентами, содержащимися в жидких средах организма, обеспечивающих так называемую «химическую защиту» от микроорганизмов, а также система контактной активации свертывания крови, система комплемента и фибринолиза).

Важная составляющая врожденной иммунной системы — это нормальная микрофлора, которая составляет микробиоту кожи и слизистых, и абсолютно необходима для формирования самой системы иммунитета [1]. По современным данным, величина этого компонента значительна, так, в биотопах кожных покровов и слизистых оболочек обитает около 1014 микроорганизмов, относящихся к комменсалам (нормальной микрофлоре), их количество, как правило, превышает количество клеток организма человека в несколько раз.

В этой части обзора показана роль основных компонентов врожденной системы защиты кожи и слизистых и параллельно сформированная некоторыми условно-патогенными и патогенными бактериями природная резистентность к этим факторам, обусловленная бактериальными протеазами как значимыми факторами их вирулентности.


Защита кожных покровов человека складывается посредством комбинированного действия нескольких систем. Во-первых, это пласт кератинизированного кожного эпителия, обеспечивающего водонепроницаемый физический барьер, отграничивающий доступ микроорганизмов в подлежащие ткани. Этот физический барьер усилен так называемыми компонентами химической системы защиты, состоящей из антимикробных пептидов (таких как кателицидин, β-дефензин, дермицидин, псориазин и др.) [2]. Одну из ключевых ролей в химической защите кожи играют жирные кислоты, секретируемые сальными железами. Активность этих компонентов в коже значительно зависит от напряженности влияния на нее факторов, которые вызывают нарушение ее целостности.

Различные типы слизистых оболочек непроницаемы для бактерий, секреты их желез содержат широкий спектр бактерицидных пептидов и протеинов, основная функция которых состоит в ингибировании адгезии и инвазии микроорганизмов. В дополнение, антимикробная защита слизистых усилена сложноорганизованной лимфоидной тканью, ассоциированной со слизистой (MALT, Mucosa-Associated Lymphoid Tissue), которая богата иммунокомпетентными клетками, координирующими функции как врожденной, так и приобретенной иммунной системы.

Как система врожденного иммунитета реагирует на микроорганизмы? Разрушение физических защитных барьеров кожи, слизистых и внедрение условно-патогенных и патогенных микроорганизмов распознается системой врожденного иммунитета посредством набора генетически детерминированных, так называемых образ-распознающих рецепторов (PRRs — pattern-recognition receptors), которые имеют высокий аффинитет к консервативным микробным молекулярным фрагментам, характерным для широкого спектра микроорганизмов (пептидогликану, липополисахариду, липотейхоевым кислотам, липопротеидам, CpGDNA, флагеллину, β-глюкану, манану и др) и получивших название патоген-ассоциированные молекулярные компоненты (PAMPs — pathogen-associated molecular patterns) [3].

Образ-распознающие рецепторы (PRR рецепторы) существуют в целостном организме в виде трех форм: растворимые формы (например, липополисахарид связывающий протеин, С-реактивный белок, маннозосвязывающий лектин, протеины сурфактанта А и D); клеточные ко-рецепторы и опсонизирующие молекулы (Toll-like рецепторы или TLRs, CD14); цитоплазматические рецепторы (например, NOD-like receptors). Главная функция PRR-рецепторов состоит в активировании внутриклеточных сигнальных (путей) механизмов, запускающих экспрессию провоспалительных цитокинов, хемокинов и антибактериальных растворимых эффекторных молекул. Кроме этого, организм имеет в своем арсенале мощную систему комплемента, активация которой необходимая часть врожденных механизмов антимикробной защиты, реализуемой анафилотоксинами (C3a, C3b). Хемокины и анафилотоксины привлекают нейтрофилы из кровотока и активируют их бактерицидную активность. Все эти процессы инициируют острое воспаление, которое абсолютно необходимо для эффективной элиминации микроорганизмов. Необходимо отметить, что моноциты/макрофаги, нейтрофилы, NK-клетками составляют эффекторные клетки врожденной иммунной системы. Нейтрофилы при киллинге микроорганизмов быстро расходуются, так как подвергаются апоптатической гибели, макрофаги способны переживать более длительный период и участвуют в разрешении воспалительной реакции.


В дополнение к классическим компонентам врожденной иммунной системы в организме человека значительную роль в формировании устойчивости к микробной инфекции играет система контактной активации свертывания крови [4, 5]. Общепризнан тот факт, что система контактной активации свертывания крови представляет собой одну из распознающих подсистем врожденной иммунной системы организма [6]. Открыты и функционально описаны так называемые рецепторы, активируемые протеазами (PARs — protease-activated receptors), еще одно прямое звено между системой контактной активации свертывания крови и врожденным иммунитетом. Как правило, эти рецепторы экспрессируются на эпителиальных, эндотелиальных клетках, а также на лейкоцитах и тромбоцитах, активируются протеазами свертывающей системы крови, которые представляют собой медиаторы врожденного иммунного ответа. Рецепторы, активируемые протеазами (PARs), регулируют разнообразные функции лейкоцитов, участвуют в активации провоспалительных внутриклеточных сигнальных систем. Таким образом, PARs рассматриваются как интегральная часть антимикробной сигнальной защитной системы организма [7, 8]. Подобные же функции присущи и эпителиальным интегриновым рецепторам [9].

Несмотря на сформированную врожденную иммунную защиту организма, некоторые бактерии приобрели и развили в процессе эволюции соответствующие способы инактивации защитных механизмов. Таким образом, у бактерий появился целый спектр вирулентных свойств, которые позволяют им выживать при взаимодействии с системой врожденной иммунной защиты, в том числе достаточно сложный механизм протеолитической активности. Основной целью протеолитических ферментов, образуемых бактериями, являются сигнальные и эффекторные молекулы иммунной защиты.

Условно можно выделить основные стратегические направления, развиваемые бактериями, способствующие подавлению наиболее древней системы защиты организма, которой является врожденная система иммунитета: 1) воздействие на систему комплемента и процессы фибринолиза; 2) нарушение активации контактной системы свертывания крови; 3) нарушение взаимодействия между цитокинами и их рецепторами; 4) инактивация антимикробных пептидов (АМП), хемокинов и цитокинов; 5) действие на распознающие рецепторы (рецепторы, активируемые протеазами, PRRs-рецепторы); 6) воздействие на фагоциты и подавление фагоцитарных реакций; 7) развитие протеолитических систем захвата и усвоения гемового и свободного железа организма; 8) воздействие на внутриклеточные сигнальные метаболические пути иммунокомпетентных клеток.

Воздействие на систему комплемента и фибринолиза. Система комплемента интегральная и жизненно необходимая часть врожденной и приобретенной иммунной системы. Эта система может быть активирована посредством трех путей: классический путь активации комплемента (антиген-антитело-зависимый); лектиновый путь (активирование углеводными компонентами микробной клетки); альтернативный путь активации комплемента (через связывание С3 с поверхностью микроорганизмов). Патогенные микроорганизмы приобрели способность разрушать и связывать компоненты комплемента для предотвращения их активации по соответствующим путям. Основной мишенью большинства бактериальных протеаз являются С3- и С5-конвертазные комплексы, в особенности С3-белок и его активированные формы, являющиеся интегральными компонентами С5-конвертазного комплекса. Цистеиновая протеаза (стрептопаин, SpeB) стрептококков группы А расщепляют С3-компонент комплемента, предотвращая формирование С5-конвертазного комплекса, мембранно-атакующего комплекса (Membrane Attack Complex) и провоспалительного медиатора — C5a [10]. Заключительный эффект расщепления этого компонента состоит в предотвращении опсонизации бактерий С3b и ингибирования фагоцитоза нейтрофилами. Стрептопаин также расщепляет пропердин, который необходим для стабилизации формирования С5-конвертазного комплекса, который образуется при альтернативной активации комплемента [11]. Установлено, что большинство видов стрептококков группы А и B продуцируют С5а-пептидазы семейства субтилизиновых сериновых протеаз, которые расщепляют С5а в его N-концевой области и таким образом ингибируют фагоцитарный клиренс микроорганизмов [12]. Протеаза PgtE от Salmonella enterica способна расщеплять несколько компонентов системы комплемента С3b, C4b и С5, таким образом оказывая воздействие на активирование конвертазного комплекса, защищая эти бактерии от действия комплемента [14]. Желатиназа (GelE), выделенная из Enterococcus faecalis, инактивирует систему комплемента также путем деградации С3-компонента, что вносит значительный вклад в вирулентность этих бактерий [15]. Не менее интересная способность обходить эту систему защиты за счет продукции гингипаинов выявлена у бактерии Porphyromonas gingivalis, этиологически связанной с парадонтитом человека [16]. Гингипаины уникальные аргинин-специфичные протеазы, расщепляющие С3-, С4-, С5-компоненты комплементы [17]. Интересно, что низкая концентрация гингипаинов в тканях не оказывает существенное влияние на активность компонентов комплемента, только при высокой их концентрации наблюдается инактивация этой системы.

Цистеиновая протеиназа, StcE, выделенная из Escherichia coli O157:H7, предотвращает активацию комплемента по классическому пути, этот энзим расщепляет серпин, С1-ингибитор-регулятор ферментов, инициирующих формирование С1-комплекса [18].

Воздействия на процессы фибринолиза. Воспалительный ответ на бактериальную инфекцию приводит к локальному тромбозу и блокаде системы микроциркуляции, что является важным механизмом отграничения бактерий и локализации инфекционного очага, предотвращая распространение микроорганизмов в тканях и кровотоке. Основная цель большинства бактерий, использующих эту стратегию, это воздействие на плазмин (плазминоген) как наиболее мощную эндогенную протеазу, присутствующую в сыворотке. Таким образом, воздействуя на систему фибринолиза, многие патогенные бактерии легко диссеминируют и избегают элиминации [19]. Спирохета Borrelia burgdorferi, ответственная за развитие болезни Лайма, таким же образом действует на систему активаторов плазмина [20]. Другая стратегия — это экспрессия специфичных активаторов плазминогена различными бактериальными видами, включая стрептококки и стафилококки [21]. В противоположность стрептокиназе и стафилокиназе, которые не являются протеолитическими энзимами, некоторые бактериальные виды имеют эффективные активаторы плазминогена, работающие похожим способом и вызывающие эффекты как активаторы tPA, uPA организма хозяина. У некоторых грамотрицательных бактерий, включая Yersinia sp., Shigella sp. (SopA), Salmonella sp. (OmpE, PgtE), Vibrio fisheri, Legionella pneumophila, E. coli (OmpT), Enterobacter sp., Mesorhizobium sp., Erwinia sp., и Agrobacter tumefaciens активаторы плазминогена принадлежат к семейству (A23) белков Omptin, представляющих собой аспартил-зависимые протеазы, интегрированные во внешнюю мембрану бактериальной клетки с обращенными во внеклеточное пространство каталитическими участками [22]. Пептидаза Pla как один из представителей белков этого семейства, выделенная от Y. pestis, способна не только активировать плазминоген, но и путем частичного протеолиза инактивирует α2-антиплазмин, важный ингибитор плазмина. В ряде исследований показана существенная роль этого фермента для лимфогенной и гематогенной диссеминации Y. pestis [23].

Нарушение контактной активации свертывания крови бактериальными протеазами. Активация системы свертывания крови от контакта с бактериальной клеточной поверхностью приводит к генерации бактерицидных пептидов, из кининогенов, брадикининов, и стимулирует миграцию макрофагов. Брадикинины и их метаболиты, в частности, desArg9BK, являются потенциальными воспалительными медиаторами, вызывающими гипотензию, увеличивающими проницаемость сосудов, отек, жар и боль в очаге воспаления [24]. Такие бактерии, как S. aureus, Str. pyogenes, Streptomyces caespitosus, P. Gngivalis, образуют протеазы (стафопаин, стрептопаина, гингипаины), которые способны напрямую высвобождать кинины из кининогенов или активировать факторы контактных систем свертывания крови (фактор XII, плазменный прокалликреин) [6]. Образующиеся кинины приводят к резкому увеличению сосудистой проницаемости и выходу основных компонентов плазмы в очаг воспаления, обогащая тем самым питательными веществами и ростовыми факторами бактерии, что способствует их выживанию и распространению, что хорошо было продемонстрировано в отношении трансваскулярной дессименации P. gingivalis и P. aeruginosa [25].

Нарушение взаимосвязи между разрушением цитокинов и их взаимодействием с рецепторами. Иммунокомпетентные клетки, составляющие иммунную систему, взаимодействуют посредством химических сигналов, состоящих из небольших белковых молекул, называемых цитокинами. Эффекты, оказываемые бактериальными ферментами на цитокины, важный фактор в их вирулентности. Способы этого влияния могут быть реализованы в нарушении сигнальной функции цитокинов путем протеолитической модификации их молекул и/или клеточных рецепторов к ним. В связи с этим неудивительно, что цитокины и их рецепторы являются основными молекулярными мишенями целого спектра бактериальных протеаз.

Инактивация антимикробных пептидов (АМП). У человека АМП проявляют широкий спектр активности, им присуща иммуностимулирующая, иммуномодулирующая функции, кроме их основной роли, которая заключается в киллинге бактерий [26]. В основе механизма действия АМП лежит разрушение целостности липидного слоя бактериальной клеточной мембраны. Хорошо изученная группа АМП, в частности, дефензины и кателицидины. In vivo они потенциируют эффекты других АМП, образуемых из хемокинов, комплемента гемоглобина, кининогена, гепарин-связывающего белка, ростовых факторов и других белков [27, 28, 29]. Тем не менее несмотря на широкую распространенность этих химических агентов, организм человека является достаточно уязвимым для многих патогенных и условно-патогенных микроорганизмов, которые в процессе своего развития усовершенствовали и развили способность многочисленными способами обходить действие АМП [30]. Несмотря на тот факт, что АМП являются относительно устойчивыми к протеолитической деградации, несколько патогенных видов бактерий образуют протеазы расщепляющие и инактивирующие АМП. Кателицидин LL-37 человека является прямой мишенью для расщепления ферментом SufA (сериновая протеаза от Peptostreptococcus magnus), стрептопаином S. pyogenes, эластазой P. aeruginosa, желатиназой Enterococcus feacalis и металлопротеазой (ZapA, М.м. около 50 кДА) Proteus mirabilis [31]. Инактивация LL-37 бактериальными протеазами лежит в основе патогенеза развития хронических язвенных дефектов кожи и слизистых, этиологически связанных с инфицированием P. aeruginosa, E. feacalis и P. mirabilis [32].

Необходимо отметить, что металлопротеаза ZapA P. mirabilis необходимый фактор вирулентности уропатогенных штаммов протея, выделяемых от пациентов с инфекцией мочевыводящих путей [33]. Эта протеаза инактивирует LL-37, и β-дефензин (hBD1), который у человека вносит существенный вклад в антибактериальную защиту мочевыделительной системы. Снижение активности hBD1 — один из факторов, который способствует колонизации МВП бактериями рода протея [34]. Похожий сценарий существует у P. gingivalis, основного этиологического агента парадонтита человека, в отношении бактерицидной активности АМП слюны и тканей парадонта. Гингипаины, образуемые штаммами этого вида бактерий, расщепляют несколько различных АМП, включая LL-37, дермасептин, гистатин 5, цекропин, бревинин, α-дефензин (HNP-1), hBD-1, hBD-2, hBD3 [35]. Локальный дефицит LL-37 обусловленный их протеолитической деградацией, создает благоприятные условия для развития тяжелых форм парадонтита [36].

Кателицидин обеспечивает врожденную иммунную защиту кожи от бактериальных инфекций, вызванных грамположительными кокками (S. aureus, Str. pyogenes) [37]. Протеазы бактерий этих видов способны расщеплять кателицидины; так, ауреолизин (S. aureus) обеспечивает инактивацию LL-37 в тканях, инфицированных стафилококками этого вида [38]. Кроме этого, S. aureus, образует цистеиновые протеиназы (стафопаины) эффективно инактивирующие тканевые цистатины, что приводит к увеличению активности тканевых катепсинов в очаге воспаления и быстрой инактивации АМП [39].

Грамотрицательные бактерии имеют специальную систему ферментов семейства (Omptin), локализованных во внешней мембране, которые также способны эффективно инактивировать АМП [40]. Сериновая протеаза, omptin, PgtE, выделенная от Salmonella enterica, расщепляет α-спиральный катионный АМП, включая LL-34, но не инактивирует протегрин или HNP-1 [41]. Эти данные указывают, что различные omptin-ферменты обладают определенной специфичностью по отношению к АМП. Экспрессия PgtE регулируется PhoP/PhoQ чувствительной системой микробной клетки, реагирующей на сублетальные концентрации катионных АМП и через деградацию этих пептидов, протеазы грамотрицательных бактерий вносят вклад в выживание этих бактерий в организме человека [42].

Активация и инактивация бактериальными протеазами различных клеточных рецепторов. Рецепторы, активируемые протеазами (PARs), относятся к субсемейству сдвоенных G-белковых рецепторов, состоящих из семи трансмембранных доменов, которые активируются эндогенными протеазами. Рецепторы, активируемые протеазами, в физиологических условиях могут быть активированы эндогенными сериновыми протеазами. Эти рецепторы экспрессируются на тромбоцитах, эндотелии, миоцитах, Т-лимфоцитах и нейронах. У человека выделено 4 типа рецепторов, принадлежащих к этому семейству, PAR-1, 3, и 4 активируются в физиологических условиях тромбином, в то время как PAR-2 может быть активирован другими протеолитическими ферментами. Активация PAR-2 приводит к формированию провоспалительного ответа. Аргинин-специфичная протеаза гингипаин (P. gingivalis) способна активировать PAR-2 в нейтрофилах, эпителиальных клетках, что приводит к продукции ИЛ-6, в очагах этой инфекции [43, 44]. Показана способность этого фермента активировать PAR-1, 4 на тромбоцитах, приводя агрегации и микротромбозу в очаге инфицирования [45]. В ряде исследований, установлено, что мыши, дефицитные по экспрессии PAR-2-рецепторов, не были подвержены развитию парадонтита. Таким образом, установлена существенная роль рецепторов этого типа в патогенезе воспалительной реакции парадонта у человека [46]. Протеаза LepA, образуемая Pseudomonas aeruginosa, через активацию PAR-1, 2, 4-рецепторов, запускает внутриклеточный транскрипционный NF-κB сигнальный путь, а металлопротеаза, LasB, способна разрушать внеклеточные домены PAR-2-рецептора и инактивировать его функционально, выступая в роли антагониста этого типа рецепторов [47]. Серрализин из Serratia marcescens был способен к активации PAR-2 рецептора в карциноме из дыхательных путей и клетках линии HeLa, с последующей активацией провоспалительных сигнальных путей экспериментальных клеток [48]. Эта же способность активировать этот тип рецепторов на эпителиальных клетках желудка установлена в отношении протеаз Helicobacter pylori, в результате которой повышается продукция провоспалительного ИЛ-8 в очагах колонизации этой бактерией.

Эффекты на хемокины. Хемокины — суперсемейство цитокинов — небольших белков (8-25 кДа). Одна группа хемокинов стимулирует миграцию иммунных клеток к месту инфицирования. Другая группа регулирует процессы роста, поддержания гомеостаза и контролирует развитие и дифференцировку тканей организма. В настоящее время обнаружено около 50 хемокинов. Рецепторы хемокинов представляют собой трансмембранные белки или рецепторы, сопряженные с G-белком (серпентиновые рецепторы, GPCR). Модуляция хемокиновой активности протеолитическими ферментами путем частичного протеолиза матриксными металлопротеазами тканей организма — один из основных механизмов лежащих в основе привлечения фагоцитов в очаг воспаления [49]. Бактериальные протеазы, мишенью которых является хемокин ИЛ-8, впервые были описаны у P. gingivalis. Они представляют собой группу гингипаинов, растворимые формы, которых (RgpA, RgpB, Kgp) увеличивают активность ИЛ-8 в тканях, тем самым способствуя массивной инфильтрацией нейтрофилами очагов инфицированного парадонта, а связанные с бактериальной клеткой формы, наоборот, инактивируют ИЛ-8, расщепляя его в нескольких местах полипептидной цепи [50].

Эластаза P. aeruginosa эффективно деградирует человеческий CCL5 (RANTES), моноцитарный MCP-1, ENA-78, нарушая тем самым хемотаксис Т-лимфоцитов, эозинофилов и базофилов, то есть процесс привлечения лейкоцитов в очаг инфекции. Деградация хемокинов протеазами синегнойной палочки вносит существенный вклад в обмен хемокинов в дыхательных путях при инфекции P. aeruginosa и таким образом содействует хронизации воспалительного процесса в легочной ткани [51]. У SlyCEP, протеазы из S. pyogenes, также выявлена способность расщеплять С-концевой домен мышиных хемокинов группы CXC, KC и MIP-2. Способность расщеплять ИЛ-8 SlyCEP Str. pyogenes представляет собой один из механизмов ингибирования миграции и подавления нейтрофильного фагоцитоза этих бактерий [52]. К тому же, для SlyCEP показана способность расщеплять GCP-2 (granulocyte chemotactic protein 2) и онкогенный ростовой фактор альфа (GROα) основных хемокинов, присутствующих в миндалинах человека. Расщепление GCP-2 и GROα ферментом SlyCEP аннулирует их способность первично активировать нейтрофилы, пагубно влияя на врожденный иммунный ответ [53]. Все эти данные вместе выдвигают в качестве предположения, что фермент SlyCEP представляет из себя очень эффективное «оружие», используемое стрептококками группы А, для подавления фагоцитарного звена в системе врожденного иммунитета [54].

Бактериальные протеазы воздействуют на внутриклеточные сигнальные пути. Связывание патогенов с PRPs рецепторами приводит к передаче сигнала внутрь клетки и активации нескольких сигнальных внутриклеточных систем. Прежде всего это системы митоген активируемой протеин-киназы (MAPK; ERK, NK и p38) и сигнального пути ядерного транскрипционного фактора κB (NFκB), регулирующих продукцию провоспалительных цитокинов, и ответных реакций врожденного иммунитета, включая мобилизацию нейтрофилов, активацию макрофагов и выделение бактерицидных эффекторных молекул. Каскад передачи сигнала регулируется по типу обратной связи ковалентной модификацией вовлеченных внутриклеточных факторов либо фосфорилированием, либо связыванием с SUMO белками, выполняющими функции модуляторов внутриклеточных ферментов. Одни бактерии имеют приобретенную способность к разрушению модуляторов этих сигнальных путей, посредством введения внутрь клеток хозяина специфичных бактериальных протеаз, которые активируют клеточные изопептидазы. В конечном итоге, происходит нарушение передачи внутриклеточного сигнала, что приводит к апоптатической гибели клеток. Именно эту стратегию выживания демонстрируют патогенные виды иерсиний (Yersinia pestis, Y. pseudotuberculosis, Y. enterocolitica). Инъекция ферментов внутрь клеток хозяина у всех патогенных видов Yersinia осуществляется секреторной системой III типа (T3SS), белки которой кодируются плазмидным геномом. Система T3SS включает в себя фермент YopJ, который имеет высокую гомологию с группой цистеиновых протеаз (CE) [55, 56]. Ферменты гомологичные YopJ из Y. enterocolitica (YopP) способны нарушать внутриклеточные сигнальные метаболические пути, ответственные за выработку клеткой трансмитерров интерферона, NF-kB и MAPK-системы [57, 58, 59]. Недавно обнаружено, что YopJ способна проявлять ацетилтрансферазную активность; предпологается, что YopJ/P ацетилирует MMPK киназы (MKK6, MEK2) клеток организма хозяина, что блокирует их последующее фосфорилирование и активацию [60, 61]. Наряду с YopJ-подобными ферментами, другие виды грамотрицательных патогенных бактерий образуют белки, относящиеся к Ubl-специфичным протеазам (убиквитин-специфичным) семейства С48; например, протеаза SseL, выделенная из Salmonella enterica, подавляет внутриклеточную деградацию IκB и, таким образом, ингибирует активацию NFκB [62]. Подобной активностью обладают протеазы (ChlyDub1, ChlyDub2), экспрессируемые у Chlamydia trachomatis, и протеаза ElaD E. coli [63, 64]. Существенно, что ChlyDub1,2 и ElaD экспрессируются только у патогенных видов бактерий [65]. Также к ферментам, воздействующим на модуляторы внутриклеточных сигнальных систем, относятся цистеиновые протезы от Yesinia pestis (YopT) и Pseudomonas syringae (AvrPphB). Фермент YopT расщепляет внутриклеточные факторы RhoA, Rac, и Сdc42 ГТФ-азу в клетках хозяина, тем самым нарушая процессы полимеризации актина и, в конечном итоге, разрушая цитоскелет клеток [66]. На примере макрофагов — это приводит к потере способности фагоцитировать бактерии. Подобным образом действует на внутриклеточные ГТФазы и серин/треониновые киназы в растительных клетках бактериальный фермент AvrPphB, выделенный от Pseudomonas syringae.

В противоположность ферментам, описанным выше, которые вводятся непосредственно через мембрану в клетку хозяина, токсин Bacillus anthracis попадает внутрь клетки только при эндоцитозе, после чего он перемещается из эндосом в цитоплазму и его металлопротеиназный компонент, относящийся к летальному токсину, расщепляет MKK киназы, тем самым эффективно блокируя активацию комплекса генов, экспрессия которых зависти от NFkB фактора [67].

Воздействие на фагоциты. Бактериальные протеазы способны ускорять преждевременную апоптотическую гибель фагоцитов, либо способны инактивировать их бактерицидную активность. Тонкие механизмы этих процессов заключаются в манипуляции каскадом модуляторов, вовлеченных во внутриклеточные сигнальные метаболические пути [68]. Кроме того, для стрептопаина SpeB показана способность избирательного протеолиза антител в «шарнирной» области их молекулы [69]. Таким образом, in vivo SpeB вносит вклад во внутриклеточное выживание Str. pyogenes в макрофагах, также как и ауреолизин для выживания S. aureus в фагоцитах [70].

Еще один механизм, используемый бактериями для повреждения фагоцитов это протеолитическая модификация специфических рецепторов на их поверхности. Показана способность бактериальных протеаз вызывать расщепление цитокиновых рецепторов, например, С5аR, а также CD14, CD31, CD44, синдекан-1 R и рецептора урокиназо-подобного активатора плазминогена [71]. У S. aureus открыт механизм избирательного расщепления CD11b на фагоцитах стафопаином (SspB), цистеиновой протеиназой, которая обеспечивает эффективное устранение и гибель фагоцитов [72]. Подобные эффекты в отношении CD31 рецептора на нейтрофилах оказывают протеазы (гингипаины), образуемые P. gingivalis [73].

Таким образом, бактерии в процессе своего эволюционного развития приобрели целую систему специализированных ферментов, в частности, относящихся к протеазам, которые достаточно эффективно воздействуют на различные компоненты врожденной иммунной системы организма, молекулярные и клеточно-опосредованные механизмы, которых были резюмированы в данном обзоре.

Ю.А. Тюрин, И.Г. Мустафин, Р.С. Фассахов

Казанский НИИ эпидемиологии и микробиологии

Казанский государственный медицинский университет

Казанская государственная медицинская академия

Тюрин Юрий Александрович — кандидат медицинских наук, ведущий научный сотрудник Казанского НИИ эпидемиологии и микробиологии, ассистент кафедры биологической химии Казанского государственного медицинского университета

Литература:

1. Тюрин Ю.А., Анохин В.А. Роль кишечной палочки в норме и патологии у ребенка. Казанский медицинский журнал 2002; 83: 1: 49-50

2. Menzies BE, Kenoyer A. Signal transduction and nuclear responses in Staphylococcus aureus-induced expression of human b-defensin 3 in skin keratinocytes. Infect. Immun. 2006; 74:6847-54.

3. Симбирцев А.С. Толл-белки: специфические рецепторы неспецифического иммунитета. Иммунология 2005; 6: 368-373

4. Esmon C.T. Interactions between the innate immune and blood coagulation systems. Trends Immunol. 2004; 25: 536-542.

5. Зубаиров Д.М. Молекулярные основы свертывания крови и тромбобразования. Казань: ФЭН, 2000, с. 367.

6. Frick I.M., Björck L., Herwald H. The dual role of the contact system in bacterial infectious disease. Thromb. Haemost. 2007; 98: 497-502.

7. Shpacovitch V., Feld M., Bunnett N.W., Steinhoff M. Protease-activated receptors: novel PARtners in innate immunity. Trends. Immunol. 2007; 28:541-550.

8. Hansen K. K., Oikonomopoulou K., Baruch A., Ramachandran R., Beck P., Diamandis E. P., Hollenberg M. D. Proteinases as hormones: targets and mechanisms for proteolytic signaling. Biol. Chem. 2008; 389: 971-982.

9. Ulanova M, Gravelle S, Barnes R. The role of epithelial receptors in recognition of pulmonary pathogens. J Innate Immun. 2009; 1: 145-156.

10. Terao Y., Mori Y., Yamaguchi M., Shimizu Y., Ooe K., Hamada S., Kawabata S. Group A streptococcal cysteine protease degrades C3 (C3b) and contributes to evasion of innate immunity. J Biol. Chem. 2008; 283: 6253-6260.

11. Tsao N., Tsai W. H., Lin Y. S., Chuang W. J., Wang C. H., Kuo C. F. Streptococcal pyrogenic exotoxin B cleaves properdin and inhibits complement-mediated opsonophagocytosis. Biochem Biophys Res Commun. 2006; 339: 779-784.

12. Ji Y., McLandsborough L., Kondagunta A., Cleary P. P. C5a peptidase alters clearance and trafficking of group A streptococci by infected mice. Infect Immun. 1996; 64:503-510.

13. Hair P. S., Ward M. D., Semmes O. J., Foster T. J., Cunnion K. M. Staphylococcus aureus clumping factor A binds to complement regulator factor I and increases factor I cleavage of C3b. J Infect Dis. 2008; 198:125-133.

14. Ramu P., Tanskanen R., Holmberg M., Lähteenmäki K., Korhonen T. K., Meri S. The surface protease PgtE of Salmonella enterica affects complement activity by proteolytically cleaving C3b, C4b and C5. FEBS Lett. 2007; 581: 1716-1720.

15. Park S. Y., Kim K. M., Lee J. H., Seo S. J., Lee I. H. Extracellular gelatinase of Enterococcus faecalis destroys a defense system in insect hemolymph and human serum. Infect Immun. 2007; 75:1861-1869.

16. Slaney J. M., Gallagher A., Aduse-Opoku J., Pell K., Curtis M. A. Mechanisms of resistance of Porphyromonas gingivalis to killing by serum complement. Infect Immun. 2006; 74:5352-5361.

17. Popadiak K., Potempa J., Riesbeck K., Blom A. M. Biphasic effect of gingipains from Porphyromonas gingivalis on the human complement system. J Immunol. 2007; 178:7242-7250.

18. Lathem W. W., Bergsbaken T., Welch R. A. Potentiation of C1 esterase inhibitor by StcE, a metalloprotease secreted by Escherichia coli O157:H7. J Exp Med. 2004; 199:1077-1087.

19. Sanderson-Smith M. L., Dinkla K., Cole J. N., Cork A. J., Maamary P. G., McArthur J. D., Chhatwal G. S., Walker M. J. M protein-mediated plasminogen binding is essential for the virulence of an invasive Streptococcus pyogenes isolate. FASEB J. 2008; 22: 2715-2722.

20. Coleman J. L., Gebbia J. A., Piesman J., Degen J. L., Bugge T. H., Benach J. L. Plasminogen is required for efficient dissemination of B. burgdorferi in ticks and for enhancement of spirochetemia in mice. Cell . 1997; 89: 1111-1119.

21. Ward P. N., Abu-Median A. B., Leigh J. A. Structural consideration of the formation of the activation complex between the staphylokinase-like streptococcal plasminogen activator PadA and bovine plasminogen. J Mol Biol. 2008; 381:734-747.

22. Hritonenko V., Stathopoulos C. Omptin proteins: an expanding family of outer membrane proteases in Gram-negative Enterobacteriaceae. Mol Membr Biol. 2007; 24:395-406.

23. Sebbane F., Jarrett C. O., Gardner D., Long D., Hinnebusch B. J. Role of the Yersinia pestis plasminogen activator in the incidence of distinct septicemic and bubonic forms of flea-borne plague. Proc Natl Acad Sci USA 2006;103: 5526-5530.

24. Bengtson S. H., Sanden C., Morgelin M., Marx P. F., Olin A. I., Leed-Lundberg L. M. F., Meijers J. C. M., Herwald H. Activation of TAFI on the surface of Streptococcus pyogenes evokes inflammatory reactions by modulating the kallikrein/kinin system. J Innate Immun. 2009; 1:18-28.

25. Hu S. W., Huang C. H., Huang H. C., Lai Y. Y., Lin Y. Y. Transvascular dissemination of Porphyromonas gingivalis from a sequestered site is dependent upon activation of the kallikrein/kinin pathway. J Periodontal Res. 2006; 41: 200-207.

26. Yang D, Liu ZH, Tewary P, Chen Q, de la Rosa G, Oppenheim JJ. Defensin participation in innate and adaptive immunity. Curr Pharm Des. 2007; 13: 3131-3139.

27. Eliasson M, Egesten A. Antibacterial chemokines — actors in both innate and adaptive immunity. Contrib Microbiol 2008;15:101-117.

28. Frick I. M., Akesson P., Herwald H., Mörgelin M., Malmsten M., Nägler D. K., Björck L. The contact system — a novel branch of innate immunity generating antibacterial peptides. EMBO J 2006; 25: 5569-5578.

29. Malmsten M., Davoudi M., Walse B., Rydengård V., Pasupuleti M., Mörgelin M., Schmidtchen A. Antimicrobial peptides derived from growth factors. Growth Factors 2007;25:60-70.

30. Nizet V. Antimicrobial peptide resistance mechanisms of human bacterial pathogens. Curr Issues Mol Biol 2006;8:11-26.

31. Karlsson C., Andersson M. L., Collin M., Schmidtchen A., Björck L., Frick I. M. SufA a novel subtilisinlike serine proteinase of Finegoldia magna. Microbiology. 2007; 153:4208-4218.

32. Park P. W., Pier G. B., Preston M. J., Goldberger O., Fitzgerald M. L., Bernfield M. Syndecan-1 shedding is enhanced by LasA, a secreted virulence factor of Pseudomonas aeruginosa. J Biol Chem. 2000; 275:3057-3064.

33. Глушко Ю.А., Сафина Н.А., Тюрин Ю.А., Зинкевич О. Д. Спектр и активность Ig-протеиназ мочи как маркер хронического пиелонефрита. Терапевтический архив 2004; 76(4): 43-45.

34. Belas R., Manos J., Suvanasuthi R. Proteus mirabilis ZapA metalloprotease degrades a broad spectrum of substrates, including antimicrobial peptides. Infect Immun. 2004; 72: 5159-5167.

35. Carlisle M. D., Srikantha R. N., Brogden K. A. Degradation of α- and β-defensins by culture supernatants of Porphyromonas gingivalis strain 381. J. Innate Immun. 2009; 1: 367-380.

36. Puklo M., Guentsch A., Hiemstra P. S., Eick S., Potempa J. Analysis of neutrophil-derived antimicrobial peptides in gingival crevicular fluid suggests importance of cathelicidin LL-37 in the innate immune response against periodontogenic bacteria. Oral Microbiol Immunol. 2008; 23:328-335.

37. Johansson L., Thulin P., Sendi P., Hertzén E., Linder A., Akesson P., Low D. E., Agerberth B., Norrby-Teglund A. Cathelicidin LL-37 in severe Streptococcus pyogenes soft tissue infections in humans. Infect Immun. 2008; 76: 3399-3404.

38. Lai Y., Villaruz A. E., Li M., Cha D. J., Sturdevant D. E., Otto M. The human anionic antimicrobial peptide dermcidin induces proteolytic defence mechanisms in staphylococci. Mol Microbiol. 2007; 63: 497- 506.

39. Vincents B., Onnerfjord P., Gruca M., Potempa J., Abrahamson M. Down-regulation of human extracellular cysteine protease inhibitors by the secreted staphylococcal cysteine proteases, staphopain A and B. Biol Chem. 2007; 388: 437-446.

40. Hwang B. Y., Varadarajan N., Li H., Rodriguez S., Iverson B. L., Georgiou G. Substrate specificity of the Escherichia coli outer membrane protease OmpP. J Bacteriol. 2007; 189: 522-530.

41. Guina T., Yi E. C., Wang H., Hackett M., Miller S. I. A PhoP-regulated outer membrane protease of Salmonella enterica serovar typhimurium promotes resistance to alpha-helical antimicrobial peptides. J Bacteriol. 2000; 182: 4077-4086.

42. Bader M. W., Navarre W. W., Shiau W., Nikaido H., Frye J. G., McClelland M., Fang F. C., Miller S. I. Regulation of Salmonella typhimurium virulence gene expression by cationic antimicrobial peptides. Mol Microbiol. 2003; 50: 219-230.

43. Lourbakos A., Chinni C., Thompson P., Potempa J., Travis J., Mackie E. J., Pike R. N. Cleavage and activation of proteinase-activated receptor-2 on human neutrophils by gingipain-R from Porphyromonas gingivalis. FEBS Lett 1998; 435: 45-48.

44. Lourbakos A., Potempa J., Travis J., D’Andrea M. R., Andrade-Gordon P., Santulli R., Mackie E. J., Pike R. N. Arginine-specific protease from Porphyromonas gingivalis activates protease-activated receptors on human oral epithelial cells and induces interleukin-6 secretion. Infect Immun. 2001; 69: 5121-5130.

45. Lourbakos A., Yuan Y. P., Jenkins A. L., Travis J., Andrade-Gordon P., Santulli R., Potempa J., Pike R. N. Activation of protease-activated receptors by gingipains from Porphyromonas gingivalis leads to platelet aggregation: a new trait in microbial pathogenicity. Blood. 2001; 97: 3790-3797.

46. Holzhausen M., Spolidorio L. C., Ellen R. P., Jobin M. C., Steinhoff M., Andrade-Gordon P., Vergnolle N. Protease-activated receptor-2 activation: a major role in the pathogenesis of Porphyromonas gingivalis infection. Am J Pathol. 2006; 168: 1189-1199.

47. Kida Y., Higashimoto Y., Inoue H., Shimizu T., Kuwano K. A novel secreted protease from Pseudomonas aeruginosa activates NF-kappaB through protease-activated receptors. Cell Microbiol. 2008; 10: 1491-1504.

48. Kida Y., Inoue H., Shimizu T., Kuwano K. Serratia marcescens serralysin induces inflammatory responses through protease-activated receptor 2. Infect Immun 2007; 75: 164-174.

49. Wolf M., Albrecht S., Märki C. Proteolytic processing of chemokines: implications in physiological and pathological conditions. Int J Biochem Cell Biol. 2008; 40: 1185-1198.

50. Mikolajczyk-Pawlinska J., Travis J., Potempa J. Modulation of interleukin-8 activity by gingipains from Porphyromonas gingivalis: implications for pathogenicity of periodontal disease. FEBS Lett. 1998; 440:282-286.

51. Leidal K. G., Munson K. L., Johnson M. C., Denning G. M. Metalloproteases from Pseudomonas aeruginosa degrade human RANTES, MCP-1, and ENA-78. J Interferon Cytokine Res. 2003; 23: 307-318.

52. Zinkernagel A. S., Timmer A. M., Pence M. A., Locke J. B., Buchanan J. T., Turner C. E., Mishalian I., Sriskandan S., Hanski E., Nizet V. The IL-8 protease SpyCEP/ScpC of group A Streptococcus promotes resistance to neutrophil killing. Cell Host Microbe. 2008; 4: 170-178.

53. Kida Y., Higashimoto Y., Inoue H., Shimizu T., Kuwano K. A novel secreted protease from Pseudomonas aeruginosa activates NF-kappaB through protease-activated receptors. Cell Microbiol 2008; 10: 1491-1504.

54. Wolf M., Albrecht S., Märki C. Proteolytic processing of chemokines: implications in hysiological and pathological conditions. Int J Biochem Cell Biol 2008; 40: 1185-1198.

55. Orth K., Xu Z., Mudgett M. B., Bao Z. Q., Palmer L. E., Bliska J. B., Mangel W. F., Staskawicz B., Dixon J. E. Disruption of signaling by Yersinia effector YopJ, a ubiquitin-like protein protease. Science 2000; 290: 1594-1597.

56. Zhou H., Monack D. M., Kayagaki N., Wertz I., Yin J., Wolf B., Dixit V. M. Yersinia virulence factor YopJ acts as a deubiquitinase to inhibit NF-kappa B activation. J Exp Med 2005; 202: 1327-1332.

57. Thiefes A., Wolf A., Doerrie A., Grassl G. A., Matsumoto K., Autenrieth I., Bohn E., Sakurai H., Niedenthal R., Resch K., Kracht M. The Yersinia enterocolitica effector YopP inhibits host cell signalling by inactivating the protein kinase TAK1 in the IL-1 signalling pathway. EMBO Rep. 2006; 7: 838-844.

58. Haase R, Richter K, Pfaffinger G, Courtois G, Ruckdeschel K. Yersinia outer protein P suppresses TGF-beta-activated kinase-1 activity to impair innate immune signaling in Yersinia enterocoliticainfected cells. J Immunol 2005;175: 8209-8217.

59. Sweet CR, Conlon J, Golenbock DT, Goguen J, Silverman N. YopJ targets TRAF proteins to inhibit TLR-mediated NF-kappaB, MAPK and IRF3 signal transduction. Cell Microbiol 2007;9:2700-2715.

60. Mukherjee S, Keitany G, Li Y, Wang Y, Ball HL, Goldsmith EJ, Orth K. Yersinia YopJ acetylates and inhibits kinase activation by blocking phosphorylation. Science 2006; 312: 1211-1214.

61. Trosky JE, Liverman AD, Orth K. Yersinia outer proteins: Yops. Cell Microbiol 2008; 10: 557-565.

62. Le Negrate G., Faustin B., Welsh K., Loeffler M., Krajewska M., Hasegawa P., Mukherjee S., Orth K., Krajewski S., Godzik A., Guiney D. G., Reed J. C. Salmonella secreted factor L deubiquitinase of Salmonella typhimurium inhibits NF-kappaB, suppresses IkappaBalpha ubiquitination and modulates innate immune responses. J Immunol 2008;180:5045-5056.

63. Misaghi S., Balsara Z. R., Catic A., Spooner E., Ploegh H. L., Starnbach M. N. Chlamydia trachomatisderived deubiquitinating enzymes in mammalian cells during infection. Mol Microbiol 2006;61:142-150.

64. Catic A., Misaghi S., Korbel G. A., Ploegh H. L. ElaD, a Deubiquitinating protease expressed by E. coli. PLoS One 2007;2:e381.

65. Chosed R., Tomchick D. R., Brautigam C. A., Mukherjee S., Negi V. S., Machius M., Orth K. Structural analysis of Xanthomonas XopD provides insights into substrate specificity of ubiquitin-like protein proteases. J Biol Chem. 2007; 282: 6773-6782.

66. Shao F., Merritt P. M., Bao Z., Innes R. W., Dixon J. E. A Yersinia effector and a Pseudomonas avirulence protein define a family of cysteine proteases functioning in bacterial pathogenesis. Cell 2002; 109: 575-588.

67. Park J. M., Greten F. R., Li Z. W., Karin M. Macrophage apoptosis by anthrax lethal factor through p38 MAP kinase inhibition. Science. 2002; 297: 2048-2051.

68. Chiang-Ni C., Wang C. H., Tsai P. J., Chuang W. J., Lin Y. S., Lin M. T., Liu C. C., Wu J. J. Streptococcal pyrogenic exotoxin B causes mitochondria damage to polymorphonuclear cells preventing phagocytosis of group A streptococcus. Med Microbiol Immunol 2006; 195: 55-63.

69. Söderberg J. J., von Pawel-Rammingen U. The streptococcal protease IdeS modulates bacterial IgGFc binding and generates 1/2Fc fragments with the ability to prime polymorphonuclear leucocytes. Mol Immunol 2008;45: 3347-3353.

70. Kubica M., Guzik K., Koziel J., Zarebski M., Richter W., Gajkowska B., Golda A., Maciag-Gudowska A., Brix K., Shaw L., Foster T., Potempa J. A potential new pathway for Staphylococcus aureus dissemination: the silent survival of S. aureus phagocytosed by human monocyte-derived macrophages. PLoS One 2008; 3: e1409.

71. Cichy J, Bals R, Potempa J, Mani A, Puré E. Proteinase-mediated release of epithelial cell-associated CD44. Extracellular CD44 complexes with components of cellular matrices. J Biol Chem 2002; 277: 44440-44447.

72. Smagur J., Guzik K., Magiera L., Bzowska M., Gruca M, Thøgersen I. B., Enghild J. J., Potempa J. A new pathway of staphylococcal pathogenesis: Apoptosis-like death induced by Staphopain B (SspB) in human peripheral blood neutrophils and monocytes. J Innate Immun 2009;1: 456-478.

73. Guzik K., Bzowska M., Smagur J., Krupa O., Sieprawska M., Travis J., Potempa J. A new insight into phagocytosis of apoptotic cells: proteolytic enzymes divert the recognition and clearance of polymorphonuclear leukocytes by macrophages. Cell Death Differ. 2007; 14: 171-182.